互花米草入侵对湿地土壤微生物群落的影响

互花米草入侵对湿地土壤微生物群落的影响摘要：通过比较江苏沿海滩涂相邻区域互花米草（Spartinaalterniflora）与盐地碱蓬（Suaedasalsa）根区、非根区土壤的理化性质和微生物活性差异，以确定植物根系对土壤环境和微生物群落的影响。结果明，盐地碱蓬土壤有机碳、微生物生物量碳、微生物数量及其活性均高于互花米草土壤；土壤微生物数量及其活性随季节波动，春季最低，随后开始逐渐提高，夏季达到最高值，之后降低；植物根系的分布有利于微生物的生长及其活性的提高。研究结果还表明，植被的差异显著影响土壤环境和微生物群落，因此应重新考虑互花米草的引种策略。　　关键词：土壤微生物；微生物活性；微生物生物量碳；互花米草（Spartinaalterniflora）；盐地碱蓬（Suaedasalsa）　　EffectsofInvasiveSpeciesSpartinaalterniforaonSoilMicrobialCommunity　　ofWetland　　CHENAi-hui，LIANGHui-xing，LIZhao-xia　　（SchoolofChemicalandBioengineering，YanchengInstituteofTechnology，Yancheng224003，Jiangsu，China）　　Abstract：Thesoilcharacteristicsandmicrobialcommunityofrhizosphereandnon-rhizospheresoilsofSpartinaalternifloraandSuaedasalsainareasadjacenttocoastalbeachofJiangsuprovincewerecomparedtodeterminetheeffectsofplantrootsonsoilenvironmentandmicrobialcommunity.Resultsshowedthatorganiccarbon，microbialbiomasscarbon，microbialpopulationandactivitiesinS.salsasoilwerehigherthanthatinS.alterniflorasoil.Thetotalnumberofmicroorganismsandmicrobialactivityshowedseasonalfluctuationofincreasingfromspringthroughsummerandthendeclininggraduallytothelowestvalueinspring.Thedistributionofplantrootwasbeneficialtomicroorganismsgrowthanditsactivity.Itwasconcludedthatdifferenceinvegetationcoversignificantlyaffectedsoilenvironmentandmicrobialcommunity.ItwassuggestedthatimportingS.alterniforaintothisareashouldbereconsidered.　　Keywords：soilmicroorganisms；microbialactivity；microbialbiomasscarbon；Spartinaalternifora；Suaedasalsa　　入侵植物的生长影响本地植物的生存，造成栖息地生物多样性的改变，引起了学术界的广泛关注和争论。许多学者认为，物种入侵对栖息地质量是有害的[1]；然而，最近的一些研究指出湿地植被的改变对湿地演化是无害甚至是有利的[2-4]。　　江苏省盐城市拥有大面积的湿地，湿地在维持当地生态系统平衡中起着至关重要的作用，其生态服务和社会价值[5，6]不容忽视。互花米草（Spartinaalterniflora）具有消浪缓流和促进沉积的作用[7，8]，中国于1979年将该物种引进到盐城湿地[9]，它取代了盐地碱蓬（Suaedasalsa），在潮间带中下部形成了单种优势植被。周虹霞等[10，11]的研究指出互花米草的生长增加了湿地土壤微生物的多样性，有利于湿地生态系统的演化。然而，此研究只比较了互花米草湿地土壤和光滩土壤微生物多样性的差异，并没有和原生先锋植物盐地碱蓬的土壤进行比较，因此研究具有一定的局限性。本研究通过比较互花米草湿地与盐地碱蓬湿地土壤微生物群落的数量和活性，探讨入侵种互花米草对盐城湿地微生物生态系统的影响，为湿地保护和重建提供土壤微生物学方面的依据。　　1材料与　　1.1样地概况和取样设置　　江苏省盐城海岸带处于暖温带向北亚热带过渡地区[12]，以季风气候为主。总辐射量达500×104kJ/（cm2·年），日照总时间2000～2650h/年，日照率达50%～55%。全年平均气温受海洋的调节，9月至翌年2月偏暖，3～8月偏凉，春季回暖迟、气温低，秋季降温迟、明显偏暖，无霜期较长，气温年、日变化小。年平均降雨量850～1000mm，滩地无霜冻期230d左右。所选互花米草湿地和盐地碱蓬湿地位于东台市海岸。所选采样的互花米草湿地和盐地碱蓬湿地相距500m。在所选样地内按向海梯度设置10cm×10cm小样方各6个（图1），小样方间距10m。分别于2009年10月（秋季）、2010年1月（冬季）、4月（春季）和7月（夏季）进行样地调查及相关取样，在如图所示每个小样方内分别取5～10cm、10～20cm和20～30cm深的土壤样品约200g，装入无菌封口袋，带回实验室于4℃下保存，作为土壤微生物用样品。试验前分别将样地中6个小样方的样品按取样深度分别混合，过2mm筛，备用。　　1.2土壤理化性质分析　　土壤盐度的测定参照文献[13]的方法；土壤pH的测定采用酸度计法（土水质量比1.0∶2.5）；土壤有机碳的测定参照Walkley[14]的方法；土壤全氮的测定参照Bremner等[15]的方法；土壤微生物生物量碳的测定参照Vance等[16]的方法。各指标均为干土测定值。　　1.3土壤微生物数量的测定　　土壤微生物数量测定采用DAPI（4′，6-二脒基-2-苯基吲哚）染色计数的方法[17]，荧光显微镜随机计数6个视眼中的微生物数量，换算成单位cells/g，为干土测定值。　　1.4土壤微生物活性的测定　　微生物活性的测定采用FAD（荧光素二乙酸酯）水解法[18]，利用分光光度计读取在490nm下的吸光度（A490nm），以吸光度值代表微生物的活性。　　2结果与分析　　2.1表层土壤的理化性质和微生物生物量碳的季节变化　　表层（5～10cm）土壤的理化性质见表1。土壤盐度变化显著，最高盐度出现在秋季的盐地碱蓬湿地。秋季和冬季湿地盐度要高于春季和夏季，同一季节互花米草湿地和盐地碱蓬湿地之间不存在明显差异。土壤pH为8.35～8.50，不存在季节和湿地类型的差异。　　盐地碱蓬湿地土壤中的有机碳含量的季节变化为2.17～5.23g/kg；互花米草湿地土壤中的有机碳含量的季节变化为2.26～3.75g/kg。互花米草湿地和盐地碱蓬湿地土壤有机碳含量的季节变化趋势类似，秋季到冬季有机碳含量增高，随后有机碳含量逐渐降低，至夏季达到最低值。除夏季外，其他季节互花米草湿地和盐地碱蓬湿地的有机碳含量均存在显著差异。土壤全氮含量为0.07～0.34g/kg，其在两种湿地土壤间不存在差异。两湿地土壤微生物生物量碳含量为36.25～63.79mg/kg，其除在冬季差异显著外，其余季节均不显著。　　2.2表层土壤的微生物群落季节变化　　表层土壤微生物群落的季节变化见图2。由图2可知，盐地碱蓬湿地的土壤微生物数量为（2.17～3.45）×106cells/g，从春季开始微生物的数量逐渐增加，到夏季达到最高值，随后微生物数量减少，春季微生物数量最少；土壤微生物活性的吸光度值为0.087～0.129，其变化趋势和微生物数量的变化趋势类似。互花米草湿地的土壤微生物数量和微生物活性的吸光度值分别为（2.07～2.64）×106cells/g和0.075～0.105，其变化趋势和盐地碱蓬湿地类似。总体来讲，盐地碱蓬湿地的土壤微生物数量和微生物活性均高于互花米草湿地。　　2.3土壤深度对微生物群落的影响　　两湿地的土壤微生物数量和活性随采样深度的变化见图3。由图3可知，两湿地的土壤微生物数量随着采样深度的增加而减少。盐地碱蓬湿地的土壤微生物数量从表层（5～10cm）的3.45×106cells/g降低到20～30cm土层的1.57×106cells/g；互花米草湿地土壤微生物数量从表层的2.64×106cells/g降低到20～30cm土层的1.07×106cells/g。在不同深度的各采样土层中，盐地碱蓬湿地的土壤微生物含量均高于互花米草湿地的土壤微生物含量。土壤微生物活性的变化趋势和微生物数量的变化趋势一致，盐地碱蓬湿地的土壤微生物活性的吸光度值从表层的0.129降低到20～30cm土层的0.087，互花米草湿地从表层的0.105降低到20～30cm土层的0.067。总体来讲，表层土壤具有更高的微生物数量和活性。　　2.4植被对微生物群落的影响　　由图4可知，根区土壤比非根区土壤具有更高的微生物数量和活性，盐地碱蓬和互花米草根区土壤微生物数量分别为10.83×106cells/g和7.08×106cells/g，明显地高于相应的非根区土壤的微生物数量。盐地碱蓬湿地根区和非根区土壤微生物数量的差异要大于互花米草湿地土壤根区和非根区微生物数量间的差异。微生物活性也呈现相应的变化趋势。总体来讲，盐地碱蓬根系对土壤微生物群落的影响要大于互花米草的根系。　　2.5微生物群落大小和微生物活性之间的关系　　土壤微生物活性是自然界中有机物周转的主要推动者，土壤中90%以上的能量是由微生物分解产生的[19]。通过测定FDA的降解率推测土壤微生物的活性是一种简便、精准的微生物活性测定的方法[20]。酯酶、脂肪酶和蛋白酶等多种土壤酶均可降解FDA[18]，因此FDA的降解率与土壤酶的浓度和活性呈正相关。　　由图5可知，微生物活性与微生物数量呈正相关（R2=0.8362）。非植物根区土壤中土壤酶主要是由微生物分泌产生的，FDA的降解率反映了微生物群落的大小。因此，可以通过测定FDA的降解率来估计微生物群落的丰度。　　3讨论　　微生物数量和活性存在明显的季节变化，夏季是最适宜微生物生长和繁殖的季节[21]，因此最高值总是出现在夏季。最低值没有出现在预期的冬季，而是出现在了春季，可能与盐城湿地所处的区域有关。盐城湿地位于亚热带、暖温带的过渡区域，盛行东南亚季风气候，冬季温度相对较高。虽然冬季的低温降低了土壤微生物的活性和繁殖力，但是由于能够从降落的枯落物中获得充足的能量供应，得以不断增殖，同时冬季温度低、代谢弱，微生物能在较低的能量供给下生存下来[10]。盐地碱蓬和互花米草湿地土壤的盐度呈季节性变化，秋季和冬季的盐度要高于夏季和春季。盐城地区夏季多雨、冬季干燥，超过50%的年降水量出现在多雨的夏季。秋、冬季的少雨和高的蒸发量导致了土壤盐度的增加。夏季多雨冲刷了部分盐分，但是更高的蒸发量导致了土壤盐分上升至地表，因此夏季土壤的盐度与春季相似。研究显示土壤的盐度与微生物活性相关性不显著。　　土壤的曝气梯度（Aerationgradient）是决定土壤微生物活性的主要因素[22]。上层土壤具有更多的有机质和营养元素[23]，更适合好氧微生物的生长。研究中5～30cm的土层更适合好氧微生物的生长，随着深度的增加土壤含氧量降低，好氧微生物数量和活性也随之降低。这种明显的微生物群落分布特征与其他研究结果相一致[21，24]。　　与非根区土壤相比，根区土壤具有更高的微生物数量和活性。植物的生长可以改良土壤、提高土壤肥力，有助于提高土壤微生物的多样性和活性。不同的植物根系向土壤中释放的氨基酸、多糖和酶类等物质有所不同，形成了差异的土壤环境，因此植被是影响微生物群落结构的主要因素。盐地碱蓬湿地的土壤微生物数量和活性高于互花米草湿地，因此盐地碱蓬更有利于土壤微生物的生长和繁殖，因此应重新考虑互花米草的引种策略。　　参考文献：　　[1]MOONEYHA，DRAKEJA.EcologyofBiologicalInvasionsofNorthAmericaandHawaii[M].NewYork：Springer，1986.　　[2]SAYCEJR.SpartinainWillapaBay：Acasehistory[A].MumfordTF，PeytonP，SayceJR.SpartinaWorkshopRecord[C].Seattle：UniversityofWashington，1991，27-29.　　[3]FELLPE，WEISSBACHSP，JONESDA，etal.DoesinvasionofoligohalinetidalmarshesbyreedgrassPhragmitesaustralis（Cav.）Trin.exSteud.，affecttheavailabilityofpreyresourcesforthemummichog，FundulusheteroclitusL.？[J].JournalofExperimentalMarineBiologyandEcology，1998，222：59-77.　　[4]LEONARDLA，WRENPA，BEAVERSRL.FlowdynamicsandsedimentationinSpartinaalternifloraandPhragmitesaustralismarshesoftheChesapeakeBay[J].Wetlands，2002，22（2）：415-424.　　[5]COSTANZAR，ARGERD，GROOTRD.Thevalueoftheworld’secosystemservicesandnaturalcapital[J].Nature，1997，387：253-260.　　[6]MITSCHWJ，GOSSELINKJG.Wetlands[M].TheThirdEdition.NewYork：VanNostrandReinhold，2000.　　[7]KNUTSONPL，BROCHURA，SEELIGWN，etal.WavedampinginSpartinaalternifloramarshes[J].Wetlands，1982，2（1）：87-104.　　[8]STUMPFRP.Theprocessesofsedimentationonthesurfaceofasaltmarsh[J].Estuarine，CoastalandShelfScience，1983，17（5）：495-508.　　[9]沈永明，刘咏梅，陈全站.江苏沿海互花米草（SpartinaalternifloraLoisel）盐沼扩展过程的遥感分析[J].植物资源与环境学报，2002，11（2）：33-38.　　[10]周虹霞，刘金娥，钦佩.外来种互花米草对盐沼土壤微生物多样性的影响——以江苏滨海为例[J].生态学报，2005，25（9）：2304-2311.　　[11]周虹霞，刘金娥，钦佩.外来种互花米草盐沼土壤微生物16SrRNA特征分析——以江苏省潮间带为例[J].云南农业大学学报，2006，21（6）：799-805.　　[12]任美锷，许廷官，朱季文，等.江苏省海岸带和海涂资源综合调查报告[M].北京：海洋出版社，1985.　　[13]鲁如坤.土壤农业化学分析方法[M].北京：中国农业科学技术出版社，2000.　　[14]WALKLEYA.Acriticalexaminationofarapidmethodfordeterminingorganiccarboninsoils-Effectofvariationsindigestionconditionsandofinorganicsoilconstituents[J].SoilScience，1947，63（4）：251-264.[15]PAGEAL.MethodsofSoilAnalysis.Part2.ChemicalandMicrobiologicalProperties[M].Washington，DC：AmericanSocietyofAgronomy，SoilScienceSocietyofAmerica，1982.595-624.　　[16]VANCEED，BROOKESPC，JENKINSONDS.AnextractionmethodformeasuringsoilmicrobialbiomassC[J].SoilBiology&Biochemistry，1987，19（6）：703-707.　　[17]PORTERKG，FEIGYS.TheuseofDAPIforidentifyingandcountingaquaticmicrofora[J].LimnologyOceanography，1980，25：943-948.　　[18]SCHN？譈RERJ，ROSSWALLT.Fluoresceindiacetatehydrolysisasameasureoftotalmicrobialactivityinsoilandlitter[J].ApplEnvironMicrobiol，1982，43（6）：1256-1261.　　[19]GREENVS，STOTTDE，DIACKM.Assayforfluoresceindiacetatehydrolyticactivity：Optimizationforsoilsamples[J].SoilBiolBiochem，2006，38（4）：693-701.　　[20]ADAMG，DUNCANH.Developmentofasensitiveandrapidmethodforthemeasurementoftotalmicrobialactivityusingfluoresceindiacetate（FDA）inarangeofsoils[J].SoilBiolBiochem，2001，33（7）：943-951.　　[21]WANGZY，XIN，YZ，GAODM，etal.MicrobialcommunitycharacteristicsinadegradedwetlandoftheYellowRiverDelta[J].Pedosphere，2010，20（4）：466-478.　　[22]BOSSIODA，FLECKJA，SCOWKM，etal.Alterationofsoilmicrobialcommunitiesandwaterqualityinrestoredwetlands[J].SoilBiolBiochem，2006，38（6）：1223-1233.　　[23]NIEMIRM，VEPS？魧L？魧INENM，ERKOMAAK，etal.MicrobialactivityduringsummerinhumuslayersunderPinussilvestrisandAlnusincana[J].ForestEcolManag，2007，242（2-3）：314-323.　　[24]刘芳，叶思源，汤岳琴，等.黄河三角洲湿地土壤微生物群落结构分析[J].应用与环境生物学报，2007，13（5）：691-696.4908，