植物非生物胁迫应答的分子机制

植物非生物胁迫应答的分子机制 麦类作物2006,26(6):158,161 JournalofTriticeaeCrops 植物非生物胁迫应答的分子机制 杨献光,梁卫红,齐志广.,马闻师.,沈银柱. (1.河南师范大学生命科学学院,河南新乡,453007;2.河北师范大学生命科学学院, 河北石家庄,050016) 摘要:非生物胁迫因子是制约植物生长发育,影响作物产量和质量的关键因子.这 些非生物胁迫的共 同点是它们都会导致植物细胞缺水,使细胞的水分平衡紊乱,还可以引起蛋白质等 大分子变性,破坏植物细胞 内的膜结构等.为了生存,植物在遇到非生物胁迫时不得不在形态和生理生化代谢 上进行一些调整,以适应 或忍耐环境胁迫.揭示植物胁迫应答分子机理是人们长期以来探索的重大课题.非 生物胁迫引起的应答非 常复杂并且常常相互关联,干旱,高盐,低温等胁迫可以引起相似的应答反映,如积 累大量的渗透调节剂,重建 细胞内离子动态平衡,修复被破坏的膜系统,清除活性氧自由基等等.近年来,胁迫 应答的分子机理研究成果 颇丰,结合笔者等的研究,本文简要进行了综述. 关键词:植物;非生物胁迫;信号转导;蛋白激酶;胚胎晚期丰富蛋白;转录因子 中图分类号:$311文献标识码:A文章编号:1009-1041(2006)06-0158-04 MolecularMechanismsofPlantResponsestoAbioticStresses YANGXian-guang,LIANGWei—hong,QIZhi—guangz,MAWen-shi.,SHENYin-zhu. (1.CollegeofLifeSciences,HenanNormalUniversity,Xinxiang,Henan453007,China2.C ollegeofLifeSciences, HebeiNormalUniversity,Shijiazhuang,Hebei050016,China) Abstract:Abioticstresses,suchasdrought,salinity,extremetemperatures,andoxidativestressare limitedfactorsinplantgrowthanddevelopment.Abioticstressleadstoaseriesofmorphological, physiological,biochemicalandmolecularchangesthatadverselyaffectplantgrowthandproductivity. Drought,salinity,extremetemperaturesandoxidativestressareofteninterconnected,andmayin— ducesimilarcellulardamage.Forexample,stressesarecommonlyresultinginthedisruptionofwater homeostasisandiondistributioninthecell,andresultingtheproteindenaturedandmembranede— stroyed.So,itisalong— termgoaltorevealthemolecularmechanisms.Thecomplexityoftheplant responsetoabioticstressinvolvingstressessignaling,transcriptionalcontrol,protectionofmem— branes,stabilityregulationofproteins,andfreeradicalscavenging.Recently,researchintothisfield hasgotprodigiousprogress;thisisreviewexaminesthemolecularmechanismsofplantresponsesto abioticstresses. Keywords:Plant;Abioticstress;SignaltransductionProteinkinase;LEAprotein;Transcriptionfac— tor 干旱,盐碱,极端温度等非生物胁迫是引起全球粮食 作物减产的首要原因,造成了许多重要粮食作物大量减产 口] .在许多地区,干旱和盐渍化面积迅速扩张,估计到 2050年将有5O的可耕地面积严重盐渍化[2].非生物胁 迫严重危害农业生产,而且导致了生态环境的严重恶化. 非生物胁迫可以导致植物发生一系列形态学,生理学,生 物化学和分子水平的变化,影响植物的生长发育和产量. 干旱,盐,极端温度,氧化胁迫等经常互相关联,并且可以 造成相似的细胞损伤.例如,干旱和盐浓度主要现为渗 透胁迫,破坏细胞的正常离子分布和动态平衡;而伴随着 高温,高盐或干旱胁迫而来的氧化胁迫,可以使功能蛋白 和结构蛋白变性.总之,这些不同的环境胁迫可以激活相 似的细胞信号通路,引起相似的细胞应答,例如增加胁迫 蛋白的产量,提高抗氧化剂基因的表达水平,增加可溶性 物质的积累等[3].本文主要从渗透胁迫应答,氧化胁迫应 答,热激应答,转录调控等方面综述近来植物胁迫应答机 制的研究进展. 收稿日期:2006—03—13修回日期:2006—05—13 基金项目:国家自然科学基金资助项目(30070471);河南省重点学科项目和河南师 范大学科研项目(052055). 作者简介:杨献光(198O一),男,助教,主要从事植物分子生物学研究. 通讯作者:马闻师(1969一),男,博士,副教授,主要从事植物分子生物学研究. 6期杨献光等:植物非生物胁迫应答的分子机制?l59? 植物对渗透胁迫的应答 一 般情况下,渗透胁迫是由干旱,盐渍化和低温造成 的.渗透胁迫下,植物得不到充足的水分,从而会使细胞 ,压力 失水,细胞质膜透性增大,植物体内的水势,渗透势势和相对含水量均降低,气孔部分关闭,光合作用强度降 低,细胞内正常的离子平衡被破坏,所有这些都严重影响 植物的生长发育和产量.植物通过多种途径来应对渗透 胁迫,表现在以下几个方面: 1.1通过积累相溶性溶质进行渗透调节 植物对渗透胁迫的应答过程中,细胞内会积累一些相 溶性溶质,或称渗透调节剂.相溶性溶质的作用是保持细 胞的膨胀和维持渗透压的平衡.主要可以分为三类:氨基 酸(如脯氨酸),季胺(如甜菜碱)和糖醇(如甘露醇,海藻 糖).此外,植物细胞内还被胁迫诱导产生一些逆境蛋白, 主要为渗调蛋白,它的产生也有利于降低细胞的渗透势和 防止细胞脱水,有利于提高植物对渗透胁迫的抗性. 在渗透胁迫的情况下,植物体内脯氨酸的合成以谷氨 酸(Glu)途径为主.谷氨酸在P5C合成酶(P5CS)的催化 下,经谷氨酸一半醛(GSA)生成?'-,It咯啉-5-羧酸 (P5C),然后由P5C还原酶(P5CR)催化P5C生成脯氨酸. 反过来,脯氨酸可以被脯氨酸脱氢酶(ProDH)氧化生成 P5C,然后由P5C脱氢酶(P5CDH)催化生成谷氨酸【4]. 所以,为了应对渗透胁迫,植物细胞内脯氨酸合成增加或 脯氨酸的分解代谢减少,造成胞内脯氨酸水平增高. 甜菜碱是一类季胺化合物,是N原子被甲基化的氨 基酸衍生物.甜菜碱在植物中的代表是甘氨酸甜菜碱,是 在叶绿体中由胆碱经两步反应合成的.第一步是胆碱生 成甜菜碱醛,由胆碱单加氧酶(CMO)催化,CMO的活性 受干旱和盐诱导Is].第二步是甜菜碱醛生成甜菜碱,由甜 菜碱醛脱氢酶(BADH)催化.BADH是NAD依赖型脱 氢酶.现在已经广泛报道了在作物中进行甜菜碱生物合 成的遗传工程改造Is].表达甜菜碱氧化酶的转基因植株 对高盐,极端温度等各种胁迫的耐受能力增强. 渗透胁迫下,植物细胞内还积累大量的糖醇,包括甘 露醇,海藻糖,肌醇和山梨醇等等. 1.2重建细胞内的离子平衡 在遭受胁迫时和受胁迫期间,保持和重新建立细胞内 的离子动态平衡对植物的生存和生长是至关重要的.特别 是胁迫时Na的拒绝,区隔化和排除.盐碱土中Na, C1一,Mg,SO.一等含量很高,引起K,HPO4.一或 NO.一等离子的缺乏.高浓度的Na抑制质膜质子泵,问 接引起P0,Ca.的缺乏.植物对离子的不平衡吸收, 不仅使植物发生营养失调,抑制了生长,甚至导致死亡. 离子转运蛋白选择性地运输离子从而保持它们相应的生 理浓度,Na/H逆向转运蛋白在保持细胞内离子动态平 衡方面也起重要作用,从而使植物可以在盐胁迫条件下存 活和生长.Na/H逆向转运蛋白催化Na和H跨膜 交换,还起调节胞质pH值,调节Na水平和细胞膨胀等 多种功能[7].由细胞膜上的质子泵产生的质子浓度梯度 是Na/H逆向转运蛋白排Na的动力【8].在植物中, 三种不同的质子泵产生了质子的电化学梯度.?质膜H— ATPase泵(PMH—ATPase);?液泡H—ATPase泵(V- ATPase);?液泡H-PPase.后两种质子泵酸化液泡内 腔,或使其它内膜区隔化. 在拟南芥中首先利用Na/H逆向转运蛋白建立了 离子平衡的重建模型.这个模型的信号通路从S0S3] (SaltOverlySensitive3)开始,S0的下游是一种丝氨 酸/苏氨酸蛋白激酶SOS.[】,SOS.的下游是质膜Na/ H逆向转运蛋白的S0S.综上可知,由S0S基因编码 的拟南芥质膜Na/H逆向转运蛋白可能是其盐胁迫耐 受必不可少的[】,对植物耐盐性起重要作用. 1.3积累胚胎晚期丰富蛋白 在很多植物干旱,低温等渗透胁迫引起的缺水应答中 发现了胚胎晚期丰富蛋白.胚胎晚期丰富蛋白的功能还 知之甚少.然而,它们大多在胚胎发育的晚期才合成,可 以被胁迫诱导.人们可以通过它们的结构特点(亲水性, 无规则卷曲和motif重复等)预测部分功能.胚胎晚期丰 富蛋白可能在离子的区隔化,大分子和膜的稳定等过程中 起作用1z]. 2植物对氧化胁迫的应答 伴随着高温,高盐或干旱胁迫产生大量对细胞有害的 活性氧(Reactiveoxygenspecies,ROS),如0一,H202, OH一等,从而引起氧化胁迫.活性氧的增加对细胞结构 和功能造成很大损害,可以使叶绿体和线粒体发生明显的 膨胀,类囊体基粒出现松散或崩裂;使功能蛋白(酶),结构 蛋白和核酸等大分子变性,还能引起DNA断裂和蛋白质 水解,造成植物生长受阻甚至死亡. 植物本身有一套行之有效的清除活性氧的抗氧化策 略.这些活性氧"清道夫"——抗氧化剂包括过氧化氢酶 (Catalase,CAT),超氧化物歧化酶(Superoxidedismutase. SOD),抗坏血酸过氧化物酶(Ascorbateperoxidase,APX) 和谷胱苷肽还原酶(Glutathionereductase,GR)等,还有一 些非酶分子如抗坏血酸,谷胱苷肽,类胡萝卜素和花青素 等.此外,一些渗透调节剂,蛋白质(过氧化物还原酶),两 性分子(生育酚)等也可以作为活性氧"清道夫"[】.笔者 对小麦耐盐突变体的超氧化物歧化酶(S0D)活性和K 浓度与小麦盐胁迫耐受的关系进行了研究,结果表明,非 盐胁迫状态时耐盐性强的突变体的SOD的活性远远高于 耐盐性差的突变体;在盐胁迫时耐盐性强的突变体的 SOD活性变化幅度较大,变化周期较长,表现出较好的 适应性和对活性氧的清除能力,说明S0D在非胁迫和胁 迫条件下都参与了细胞内活性氧的清除,且可能与小麦的 耐盐性突变有关,而SOD活性的调节可能有K的参与 [14?1【l . 近来的研究表明,相溶性溶质的功能不仅仅是渗透调 节.相溶性溶质的积累还可以通过清除活性氧来保护植 物免受伤害,或发挥分子伴侣的作用来维持蛋白质的结构 和功能[16].例如,脯氨酸的增加可以清除渗透胁迫产生 的活性氧,大大提高转基因种子在浓度高达200mmol/L 的含盐培养基上的生长能力[】. 3植物的热激应答 高温胁迫除产生大量活性氧之外,还可以使蛋白质和 ,维持蛋白质的功能状态,防止蛋白 酶的合成紊乱.因此 的聚合对细胞在胁迫条件下的生存尤为重要.亚致死强 度的热激条件会诱导细胞发生热激反应(Heatshockre- sponse,HSR),在正常蛋白质合成受阻的同时产生热激 蛋白(Heatshockprotein,HSP),使细胞或机体免受热胁 迫的伤害,从而使植物耐热水平的提高.HSP对细胞具 有保护性作用,它可能是通过与变性的蛋白质结合来防止 ? 160?麦类作物26卷 它们凝集,从而避免细胞结构崩溃.因而热激蛋白的产生 是植物耐热性的重要表现[18d9]. 许多热激蛋白是以分子伴侣的形式起作用,负责蛋白 质的合成,导向,成熟和降解等一系列正常的细胞生命进 程.而且,分子伴侣在盐胁迫时可在保持蛋白质和膜的稳 定性,协助蛋白质重折叠的过程中起作用[2. 4非生物胁迫应答的转录水平调节 转录因子是指那些专一性地结合于DNA特定序列 上的,能激活或/和抑制其他基因转录的蛋白质.植物基 因组中包含着许多转录因子,例如拟南芥基因组中大约 5.9的序列编码至少1533种转录因子[2.大多数转录 因子属于几个大的多基因家族,如MYB,AP2/EREBP, bZIP,DREB和wRKY等家族.植物中存在的转录因子 中有相当一部分与胁迫应答有关,如DREB家族.同一家 族的不同个体往往应答于不同的胁迫刺激,同时某些不同 的胁迫应答基因也可能由相同的转录因子激活,不同胁迫 诱导的转录因子可能有许多功能的交迭[22,23].研究发 现,在拟南芥,油菜,西红柿和其它植物中超表达单一的转 录因子就可以大大提高转基因植株的胁迫耐受能 力Cz4,zsJ.现有的证据表明,转录因子在植物获得胁迫耐 受能力过程中起重要作用[2,这些成果最终将可能应 用于农业生产和环境保护. 在植物胁迫应答通路中,ABA起着至关重要的作用. 目前已知的许多可以被干旱诱导表达的基因也可以被 ABA诱导表达.在ABA信号转导和基因激活通路中有 两个转录因子家族参与,bZIP家族和MYB家族.可见, 转录因子在植物的非生物胁迫应答中起非常关键的作用, 它可以激活一系列的胁迫耐受应答基因的表达,产物包括 相溶性溶质,胚胎晚期丰富蛋白,活性氧清道夫和热激蛋 白等等,从而综合提高植物的胁迫耐受能力. 5植物对非生物胁迫的应答机制 综上所述,植物对干旱,盐浓度,冷害,高温和机械损 伤等非生物胁迫的应答非常复杂(图1),而且常常互相关 联,这些非生物胁迫可以造成细胞的损伤并引起某些二次 胁迫,如渗透胁迫和氧化胁迫.首先.各种胁迫刺激信号 被质膜上的受体感知,并作为起始因子传递给IP3等第二 信使.然后,由这些第二信使引发下游的信号转导,将信 号传递给胁迫应答转录因子.最后通过转录因子进行激 活各种胁迫应答反应,包括激活细胞重建内部水分动态平 衡的应答机制,积累相溶性溶质维持细胞渗透平衡;利用 Na/H逆向转运蛋白重建细胞内的离子动态平衡;依靠 热激蛋白和胚胎晚期丰富蛋白修复被损伤的蛋白质和膜. 从而使细胞产生胁迫耐受,存活下来.一旦细胞胁迫信号 转导和基因激活过程出现一步或几步错误,最终将不可逆 地破坏细胞内的动态平衡,使结构和功能蛋白质失活,导 致细胞死亡. 图1植物非生物胁迫可能的应答机制 Fig.1Mechanismofplantresponsestoabioticstress 注:Abloticstress非生物胁迫;Signalsensingandtransduction信号的感知和转导;Transcriptioncontrol转录调控;Responsegene activation应答基因激活;Stresstolerance胁迫耐受;Drought干旱;Cold低温;Salt盐;Heat高温;Injury损伤;Cellmembrane细胞膜; Sensor受体;SM第二信使;CDPK钙依赖而钙调素不依赖的蛋白激酶;ICE(inducerofCBFexpression)CBF转录因子诱导蛋白;GSK 糖原合成酶激酶;ABA脱落酸;HSF热激因子;TF转录因子;LEAprotein胚胎晚期丰富蛋白;Antioxidant抗氧化剂;Osmolyte渗压剂 或渗透调节剂;Chaperone分子伴侣;Stabilize稳定;Re-establishmentofcellularhomeostasis重建细胞内动态平衡;Protect其它保护蛋 白;Stresstoleranceandcellsurvival细胞产生胁迫耐受和存活. 6期杨献光等:植物非生物胁迫应答的分子机制 6展望 植物对非生物胁迫的应答非常复杂,应答的分子机 理至今仍不十分清楚.但是利用目前已经掌握的知识, 对某一个胁迫应答组分(如转录因子)进行的遗传改造, 则可以使植物的胁迫耐受能力大大提高.通过对参与胁 迫应答的转录因子进行遗传转化从而提高植物胁迫耐受 能力的实验已见报道.除转录因子以外,对上游信号调 节因子如水稻钙依赖蛋白激酶(OsCDPK)或拟南芥糖原 合成酶激酶(AtGSK1)的调控也是前景良好的提高植物 胁迫耐受的方法.笔者等利用cDNA-AFLP技术从小麦 耐盐突变体中分离到了一个丝氨酸/苏氨酸蛋白激 酶——TaGSKI,Northern杂交结果表明,TaGSK1的表 达受盐的诱导,这说明其可能参与了小麦的盐胁迫应 答[a.然而这些信号组分潜在的分子机理还不清楚,进 一 步的研究正在进行中. 要想揭示植物对非生物胁迫应答的机理,还需要综 合利用功能基因组学(Functionalgenomics),转录组学 (Transcriptomics)和蛋白质组学(Proteomlcs)等手段,理 清非生物胁迫的信号转导通路,不断发现新的与胁迫耐 受相关的基因,并应用于改变植物胁迫耐受的遗传改造, 以期提高作物产量,改良作物品质和改善生态环境. 参考文献: [1]BoyerJS.Plantproductivityandenvironment[J].Science, 1982,218:443—448. [2]CattivelliL,BaldiP.Chromosomeregionsandstress-related sequencesinvolvedinresistancetoabioticstressinTriticeae [J].PlantMo1.Bio1.,2002,48;649—665. [3]ZhuJK.Plantsalttolerance[J].TrendsinplantScience, 2001,6:66—71. [4]DelauneyAJ,VermaDPS.Prolinebiosynthesisandos— moregulationinplants[J].PlantJ.,1993,4(2):215—223. [5]RussellBL,RathinasabapathiB,HansonAD.Osmotic stressinducesexpressionofcholinemonooxygenaseinsugar beetandamaranth[J].PlantPhysiology,1998,II6;859— 865. [6]SakamotoA,MurataN.Theroleofglycinebetaineinthe protectionofplantsfromstree;cluesfromtransgenicplants [J].PlantCellEnviron.,2002,25:163一I71. [7]ShiH,LeeBH,WuSJ,eta1.Overexpressionofaplasma membraneNa/Hantlportgeneimprovessalttolerancein Arabidopsisthaliana[J].NatureBiotech.,2003,21:81—85. [8]SerranoR,Rodriguez—NavarroA.Ionhomeostasisduring saltstressinplants[J].Curr.Opin.CellBio1..2001,13:399 — 404. [9]LiuJ,ZhuJI(.Acalciumsensorhomologrequiredforplant salttolerance[J].Science,1998,280:1943—1945. [1O]LiuJ,IshitaniM,HalfterU,eta1.TheArabidopsisthali— anaSOS2geneencodesaproteinkinasethatisrequiredfor salttolerance[J].Proc.Nat1.Acad.Sci.,U.s.A2000,97: 373O一3734. [11]ShiH,IahitaniM,KimCS,eta1.TheArabidopsisthali— anasalttolerancegeneSOS1encodesaputativeNa/Han— tiporter[J].Proc.Nat1.Acad.Sci.USA.,2000,97:6896— 6901. [12]ThomashowMF.Plantcoldacclimation:freezingtolerance genesandregulatorymechanisms[J].Annu.Rev.PlantBi— o1.,1999,5O:571—599. [13]MittlerR.Oxidativestress,antioxidantsandstresstoler— ance[J].TrendsinPlantScience,2002,7:405—410. [14]齐志广,张爱雨,孟伟娜,等.盐胁迫对小麦耐盐突变体苗期 超氧化物歧化酶活性的影响[J].西北植物,2001,21 (6):1228一I232. [15]齐志广,杨献光,王洁婧,等.小麦耐盐突变体近等基因系 K含量与SOD活性相关[J].华北农,2004,19(2): 1—4. [I6]DiamantS,EliahuN,RosenthalD,eta1.Chemicalchaper— onesregulatemolecularchaperonesinvitroandinceilsunder combinedsaltandheatstressesEK].J.Bio1.Chem.,2001, 276:39586—3959I. [17]HongZ,LakkineniK,ZhangK,eta1.Removaloffeedback inhibitionofA一pyrroline-5一carboxylatesynthetaseresultsin increasedpralineaccumulationandprotectionofplantsfrom osmoticstressEJ].PlantPhysiology,2000,122:I129一I136. ,刘宏涛,穆睿聆,等.钙调素对植物热激转录因子的 [18]李冰 DNA结合活性的影响[J].科学通报,2002,20;1578—1581. [19]李冰,刘宏涛,孙大业,等.植物热激反应的信号转导机理 口].植物生理,2002,28:I一10. [2O]WatersER,LeeGJ,VierlingE.Evolution,structureand functionofthesmallheatshockproteinsinplants[J].J. Exp.Bot.,I996,47:325—338. [21]RiechmannJL,HeardJ,MartinG,eta1.Arabidopsis transcriptionalfactors;genome-widecomparativeanalysisa— mongeukaryotes[J].Science,2000,290:21O5—2110. [22]SekiM,NarusakaM,AbeH,eta1.Monitoringtheexpres— sionpatternofI300Arabidopsisgenesunderdroughtandcold stressesbyusingafull—lengthcDNAmicroarray[J].Plant Cell,2001,I3:61—72. [23]ThomashowMF,StochingerEJ,Jaglo-OttosenKR,eta1. RoleoftheArabidopsisCBFtranscriptionalactivatorsincold acclimation[J].Physio1.Plant,2002,I12;17I—I75. [24]Jaglo-OttosenKR,KleffS.AmundsenKL,eta1.Compo— nentsoftheArabidopsisC-repeat/dehydration?-responsiveele?? mentbindingfactorcold-responsepathwayareconservedin Brassicanapusandotherplantspecies[J].PlantPhysiology, 2001,I27:910—9I7. [25]HsiehTH,LeeJT,YangPT,eta1.Heterologyexpres— sionoftheArabidopsisC-repeat/dehydration—responsiveele— mentbindingfactor1geneconferselevatedtolerancetochill— ingandoxidativestressesintransgenictomato[J].Plant Physology,2002,I29:1086—1094. [26]Jaglo-OttosenKR,GilmourSJ,ZarkaDG,eta1.Arabi— dopsisCBF1overexpressioninducesCORgenesandenhances freezingtolerance[J].Science,1998,280:1O4—106. [27]KasugaM,LiuQ,MiuraS,eta1.Improvingplant drought,salt,andfreezingtolerancebygenetransferofasin— glestresS-inducIbletranscriptionfactor[J].Naturebiotech, 1999,I7:287—291. [28]GilmourSJ,SeboltAM,SalazarMP,eta1.Overexpres— sionoftheArabidopsisCBF3transcriptionalactivatormimics multiplebiochemicalchangesassociatedwithcoldacclimation 口].PlantPhysiology,2000,124:1854—1865. [29]HaakeV,CookD,RiechmannJL,a1.Transcription factorCBF4isaregulatorofdroughtadaptationinArabidop— sisEJ].PlantPhysiology,2002,I30:639—648. [3O]ChenGP,MaWS,HuangZJ,etal,Isolationandcharac— terizationofTaGSK1involvedinwheatsalttolerance[J]. PlantScience,2003,165(6):1369一I375.